Práctica #4. Recuento de bacterias en placa según nom-092-ssa1-1994 (mediante diluciones seriadas de acuerdo a nom-110-ssa1-1994)🦠🔬

Objetivos:

Que el alumno aprenda el procedimiento para la esterilización de material para análisis microbiológico, la elaboración de medios de cultivo, la preparación de diluciones para el análisis microbiológico de productos alimenticios y estime la cantidad de microorganismos viables presentes en un alimento, agua potable y agua purificada, por la cuenta de colonias en un medio sólido, incubado aeróbicamente.

Fundamento:

La esterilización en el laboratorio es un proceso en el que además de eliminar la suciedad, también se produce la eliminación de todas las formas de vida microbiana como son virus, bacterias, hongos y protozoos. Esto asegura que los materiales sean seguros evitando la contaminación. 

Hay varias formas de realizar la esterilización y la decisión de que proceso utilizar, se basa en el tipo de material y el riesgo de contaminación. Los métodos más utilizados son el calor seco, calor húmedo y productos químicos como el etanol.

Métodos físicos empleados en la práctica:

ESTERILIZACIÓN POR CALOR HÚMEDO: El calor húmedo destruye los microorganismos por coagulación de sus proteínas celulares. La esterilización por vapor a presión se lleva a cabo en un autoclave. El vapor tiene mayor penetración y elimina las formas vegetativas de procariotas, virus y hongos sus esporas. 

Estos equipos emplean vapor de agua saturado, a una presión de 15 libras lo que permite que la cámara alcance una temperatura de 121ºC. Se debe prestar atención a los materiales termosensibles y que se oxidan con el agua ya que estos no deben pasar por estos procesos.

AUTOCLAVE (ESTERILIZADOR CALOR HÚMEDO) El autoclave, gracias a su diseño, permite realizar el proceso de esterilización con alta presión y vapor, que mata microorganismos, incluidos virus y bacterias peligrosos, así como todas sus formas de esporas. El uso de un autoclave de vapor a presión es uno de los métodos de esterilización más conocidos y efectivos. ¿Cómo se usa? El vapor comienza a llenar toda la cámara a medida que el agua dentro de la autoclave empieza a hervir, eventualmente, el vapor sobresaturado llena la cámara, lo que aumenta la capacidad de esterilización y el poder de penetración de la autoclave. 

Los factores más importantes en este proceso son: 

• La eficacia y rapidez del equipo para remover el aire de la cámara y sustituirlo por vapor evitando fluctuaciones de la temperatura. 
• El vapor debe proceder de agua limpia, sin contaminantes y generarse con un porcentaje de agua líquida muy bajo (menor del 3%). 
• El vapor debe estar en contacto directo con todo el material, el apilamiento excesivo o incorrecto pueden disminuir la eficacia del proceso. 
• Las piezas deben estar limpias, el vapor no penetrará una costra de suciedad.

ESTERILIACIÓN POR CALOR SECO: Este método se emplea para la esterilización de material de vidrio, instrumentos de corte o de punta, instrumentos quirúrgicos, agujas de metal, materiales no miscibles con el agua, etc. Consiste en colocar el material directamente al fuego hasta que éste se ponga al rojo vivo. De esta forma se queman los contaminantes hasta reducirlos a cenizas.

HORNO DE AIRE CALIENTE PARA ESTERILIZAR: Los hornos de aire caliente, también llamados hornos de calor seco, son dispositivos eléctricos utilizados para esterilización que forman parte del equipamiento de laboratorio. El horno utiliza calor seco para esterilizar los objetos que se introducen en él. El proceso de esterilización en laboratorio se realiza mediante un horno de aire caliente que funciona mediante calor seco. Como el aire caliente no tiene un alto poder de penetración, la humedad se elimina durante el tiempo de exposición de la pieza al calor caliente.

Tabla 1

Método químico empleado en la práctica

ETANOL: Su principal forma de acción antimicrobiana, es mediante la desnaturalización de las proteínas, permitiendo la ruptura de membranas. La acción microbicida del alcohol a diversas concentraciones ha sido examinada a una amplia variedad de especies, con periodos de exposición de 10 segundos a una hora. A concentraciones de 60%-80%, tanto el etanol como el isopropanol, son potentes agentes virucidas, inactivando casi todas las especies de virus lipofílicos y muchos de los virus hidrofílicos. Tiene una potente actividad antifúngica, incluyendo levaduras.

Materiales:

• Muestra

• Marcador permanente para rotular el material

• Tijeras para cortar papel

• Papel aluminio para pesar el medio de cultivo

• Encendedor para prender el mechero

• Clip metálico para meter el algodón a las pipetas

• Servitoallas

• Detergente líquido

• Vestimenta adecuada para trabajo en laboratorio (Bata cerrada, pantalón blanco largo, zapato cerrado, guantes estériles, cubrebocas, gafas o careta, cofia, cabello recogido, sin accesorios, uñas recortadas)

• Libreta de bitácora

• Gadget para tomar fotos.

¡IMPORTANTE!

Primero que todo antes de empezar a realizar cualquier procedimiento  se debe limpiar el área de trabajo con etanol al 70%

Fig 1. Limpieza del área de trabajo con etanol al 70%

Fig 2. Limpieza del área de trabajo con etanol al 70%

Reactivos y su preparación

Los reactivos que a continuación se mencionan, deben ser grado analítico. Cuando se indique agua, debe entenderse agua destilada, con pH cercano a la neutralidad.

Solución de hidróxido de sodio 1,0 N

Ingredientes y cantidades:

• Hidróxido de sodio 4,0 g
• Agua 100,0 ml

Preparación:

1. Disolver el hidróxido de sodio y llevar a 100 ml con agua.
2. Soluciones diluyentes

Solución reguladora de fosfatos (solución concentrada).

Ingredientes y cantidades:

• Fosfato de sodio monobásico 34,0 g
• Agua 1,0 l

Preparación:

1. Disolver el fosfato en 500 ml de agua y ajustar el pH a 7,2 con solución de hidróxido de sodio 1,0 N.
2. Llevar a un litro con agua.
3. Esterilizar durante 15 minutos a 121° ± 1,0°C.
4. Conservar en refrigeración (solución concentrada).
5. Tomar 1,25 ml de la solución concentrada y llevar a un litro con agua (solución de trabajo).
6. Distribuir en porciones de 99, 90 y 9 ml según se requiera.
7. Esterilizar a 121° ± 1,0°C durante 15 minutos.
8. Después de la esterilización, el pH y los volúmenes finales de la solución de trabajo deberán ser iguales a los iniciales.

 

Fig 3. Pesando el fosfato

 Fig 4. 34 gramos de fosfato

                                                         

Fig 5. Vaciando agua

 Fig 6. 500 ml de agua

                                                                   

Fig 7. Añadiendo el fosfato al agua

Fig 8. Revolviendo el fosfato

Fig 9. Vaciando la mezcla en matraz de fondo plano

                                                

Fig 10. Regresando el agua del matraz de fondo plano al vaso de precipitado

Fig 11. Analizando el pH que dé 7.2

Agua peptonada

Ingredientes y cantidades:

• Peptona 1,0 g
• Cloruro de sodio 8,5 g
• Agua 1,0 l

Preparación:

1. Disolver los componentes en un litro de agua.
2. Ajustar el pH a 7 ± 0,1 con hidróxido de sodio 1,0 N.
3. Distribuir en porciones de 99, 90 y 9 ml o en cualquier volumen múltiplo de nueve según se requiera.
4. Esterilizar a 121 ± 1,0°C durante 15 minutos.
5. Después de la esterilización, el pH y los volúmenes finales de la solución de trabajo deberán ser iguales a los iniciales.
6. Si este diluyente no es usado inmediatamente, almacenar en lugar oscuro a una temperatura entre 0 a 5°C por un tiempo no mayor de un mes, en condiciones tales que no alteren su volumen o composición.

Medio de cultivo: Agar Triptona-Extracto de Levadura (agar para cuenta estándar).

Ingredientes y cantidades

• Extracto de levadura 2,5 g
• Triptona 5,0 g
• Dextrosa 1,0 g
• Agar 15,0 g
• Agua 1,0 l

Preparación del medio de cultivo:

1. Suspender los componentes del medio deshidratado en un litro de agua. 
2. Hervir hasta total disolución. 
3. Distribuir en recipientes de vidrio esterilizables de capacidad no mayor de 500 ml, cantidades de aproximadamente la mitad del volumen del mismo. 
4. Esterilizar en autoclave a 121 ± 1,0 ºC, durante 15 minutos. El pH final del medio debe ser 7,0 ± 0,2 a 25ºC.
5. Si el medio de cultivo es utilizado inmediatamente, enfriar a 45ºC ± 1,0 ºC en baño de agua y mantenerlo a esta temperatura hasta antes de su uso. El medio no debe de fundirse más de una vez.
6. En caso de medios deshidratados seguir las instrucciones del fabricante.
7. El medio de cultivo anterior es el de uso más generalizado. Para algunos alimentos en particular se requerirá de un medio de cultivo especial que se debe indicar al describir la técnica para ese alimento.

Fig 12. Pesando el medio de cultivo estándar

Fig 13. Matraz Erlenmeyer con agua

Fig 14. Añadiendo el medio de cultivo estándar al matraz Erlenmeyer con agua

Fig 15. Revolviendo gentilmente el medio de cultivo

Fig 16. Medio de cultivo en matraz de Erlenmeyer previamente revuelto

Fig 17. Tomando 1 ml de la muestra y diluir con 9 ml del diluyente el cual debe encontrarse a una temperatura similar a ésta, evitando el contacto entre la pipeta y el diluyente

Fig 18. Transfiriendo 1 ml o un múltiplo

Fig 19. Transfiriendo 10 u 11 ml de la dilución primaria 1 + 9 (10-1), en otro recipiente conteniendo nueve veces el volumen del diluyente estéril a la temperatura apropiada, evitando el contacto entre la pipeta y el diluyente. Mezclar cuidadosamente cada botella de diluyente.

Fig 20. El medio de cultivo del matraz de Erlenmeyer se llevó a esterilizar en el autoclave

Materiales de laboratorio

• Erlenmeyer de 125 ml y 250 ml

• Probeta de 50 ml

• Pipetas bacteriológicas para distribuir 10 y 1 ml (o si es necesario de 1 ml y 2 ml), con tapón de algodón. Las pipetas pueden ser graduadas en volúmenes iguales a una décima de su volumen total.

• Cilindros de acero inoxidable para esterilizar pipetas

• Frascos de vidrio de 250 ml con tapón de rosca.

• Tubos de 16 x 150 mm con tapón de rosca

• Gradilla

• Cajas de Petri de vidrio

• Cilindros de acero inoxidable para esterilizar cajas de Petri

• Utensilios esterilizables para la obtención de muestras: cuchillos, pinzas, tijeras, cucharas, espátulas, etc.

• Algodón

• Gasa

• Papel estrasa 

Todo el material e instrumentos que tengan contacto con las muestras bajo estudio deberán esterilizarse mediante:

• Horno, durante 2 h a 170 a 175°C o 1 h a 180°C o
• Autoclave, durante 15 minutos como mínimo a 121 ± 1,0°C.
• El material de vidrio puede sustituirse por material desechable que cumpla con las especificaciones deseadas. No debe usarse material de vidrio dañado por esterilización repetida y éste debe ser químicamente inerte.

Equipo e instrumentos

• Horno para esterilizar que alcance una temperatura mínima de 170°C.

• Autoclave con termómetro y manómetro, calibrada con termómetro de máximas y mínimas.

• Baño de agua con control de temperatura y circulación mecánica, provista con termómetro calibrado con divisiones de 0,1°C y que mantenga la temperatura a 45 ± 0,5°C.

• Licuadora de una o dos velocidades controladas por un reóstato o bien un homogeneizador peristáltico (Stomacher).

• Vasos para licuadora con tapa esterilizables o bolsas estériles para homogeneizador peristáltico.

• Balanza granataria con sensibilidad de 0,1 g.

• Incubadora con termostato que evite variaciones mayores de ± 1,0ºC, provista con termómetro calibrado.

• Contador de colonias de campo obscuro, con luz adecuada, placa de cristal cuadriculada y lente amplificador.

• Registrador mecánico o electrónico.

• Microscopio óptico.

Metodología para la esterilización de los materiales

-Matraz

1. Doblar los lados de una porción de algodón de 8 cm x 16 cm 
2. Enrollar firmemente el algodón para formar la torunda
3. Envolverlo con una gasa
4. Introducir con un movimiento giratorio, asegurándose que penetre casi a la totalidad del cuello del matraz y que la porción que sobresale sea cómoda para sostenerla entre el dedo meñique y la palma de la mano
5. Después se deberá cubrir con un capuchón de papel, el cual es un papel kraft de 20 cm x 14 cm
6. Se inicia doblando a la mitad el papel
7. Luego se marca un segundo doblez y volver a abrir
8. Llevar las esquinas hacia la marca del doblez 
9. Doblar hacia arriba una de las rejillas 
10. Doblar las esquinas hacia atrás
11. Voltear la figura
12. Doblar la otra rejilla hacia arriba 
13. Colocarlo en el matraz con la torundas

Fig 21. Doblando la porción de algodón

Fig 22. Añadiendo el algodón dentro de la gasa en la boquilla del matraz Erlenmeyer

Fig 23. Matraces de Erlenmeyer con cinta 

Fig 24. Matraz de Erlenmeyer con capuchón de papel kraft

-Tubos de vidrio con tapa rosca

1. Se debe tener cuidado de no cerrarlos herméticamente si no hasta después de su esterilización

Fig 25. Tres tubos de vidrio con tapa rosca

-Pipetas

1. Colocar un filtro de algodón, para ello, con el extremo recto de un clip, se introduce una pequeña porción de algodón en la boquilla de la pipeta a una profundidad aproximada de 2 cm
2. Retirar el clip
3. Acomodar las fibras de salen de la boquilla
4. Envolver cada una de las pipetas con tiras de papel kraft de 2 cm x 45 cm 
5. Se inicia colocando la punta de la pipeta en posición diagonal sobre un extremo de la tira de papel.
6. Se dobla el frente de este sobre la punta de la pipeta
7. Se dobla la porción lateral de manera que se ajuste al costado de la misma
8. Con una mano sostenemos firmemente la punta de la pipeta cubierta por el papel y con la otra mano giramos la pipeta.
9. Al llegar al extremo de la pipeta se enrolla el papel excedente en forma más apretada para evitar que la envoltura se afloje o bien se dobla y se fija con cinta adhesiva
10. Anotar el volumen de la pipeta

Fig 26. Recortando papel kraft

Fig 27. Envolviendo pipetas con papel kraft una vez que tienen algodón en la boquilla

Fig 28. Envolviendo las pipetas con papel kraft

Fig 29. Pipeta lista con papel kraft, fijada con cinta y rotulada

-Placas de Petri

1. Se necesita un rectángulo de papel kraft de aproximadamente 22 cm x 32 cm 
2. Colocar la caja de Petri en posición invertida en el centro del rectángulo de papel
3. Levantar los extremos más angostos y los juntamos
4. Doblar hacia abajo y hacia el centro, ajustando el doblez en la caja.
5. Doblar las esquinas de los extremos para formar un triángulo.
6. Doblar los extremos hacia abajo de la caja
7. Fijar con cinta adhesiva

Fig 30. Papel kraft recortado con las medidas requeridas

Fig 31. Levantando los extremos más angostos

Fig 32. Doblando el papel kraft

Fig 33. Haciendo de nuevo otro doblez del papel kraft

Fig 34. Último doblez del papel kraft

Fig 35. Doblando las esquinas de los extremos

Fig 36. Doblando una de las esquinas de los extremos hacia adentro

Fig 37. Doblando la otra esquina de los extremos hacia adentro

Fig 38. Doblando las dos esquinas de los extremos para que quede bien fijada

Fig 39. Caja de Petri envuelta con papel kraft lista para añadirle cinta 

Fig 40. Cajas de Petri fijadas con cinta y rotuladas

Ya que todos los materiales de vidrio están envueltos se llevará al:

• Horno, durante 2 h a 170 a 175°C o 1 h a 180°C 

• Autoclave, durante 15 minutos como mínimo a 121 ± 1,0°C.

Fig 41. Las pipetas y cajas de Petri previamente envueltas se llevaron al horno de calor seco

Fig 42. Las pipetas se metieron al horno de calor seco

Fig 43. Cajas de Petri y pipetas acomodadas en horno de calor seco

Fig 44. Horno de calor seco cerrado para la esterilización de los materiales durante 1 hora a 180°C

El material de vidrio puede sustituirse por material desechable que cumpla con las especificaciones deseadas. No debe usarse material de vidrio dañado por esterilización repetida y éste debe ser químicamente inerte.

Debido a que el horno de calor seco falló, se calcinó el papel kraft de las cajas de Petri y se sustituyeron las cajas de Petri de vidrio por cajas de Petri desechables. Las pipetas si se pudieron salvar por lo que no tuvimos que reemplazarlas por otras.

Fig 45. Pipetas retiradas del horno de calor seco

Metodología de la dilución primaria  

1. Fundir por completo en baño de agua de 40 a 45°C un tiempo máximo de 15 minutos y homogeneizar agitando vigorosamente
2. Agitar la muestra manualmente con 25 movimientos de arriba a abajo en un arco de 30 cm efectuados en un tiempo de 7 segundos. 
3. Homogenizar con 90 ml de solución diluyente
4. Realizar diluciones decimales empleando tubos con 9.0 ml de solución diluyente
5. Depositar 1.o ml de cada disolución en cajas de Petri estériles por duplicado
6. En las cajas Petri, agregar de 12 a 15 ml de agar triptona extracto de levadura fundido y enfriado, mezclarlo mediante 6 movimientos de derecha a izquierda, 6 en el sentido de las manecillas del reloj, 6 en sentido contrario y 6 de atrás a adelante, sobre una superficie lisa y horizontal hasta lograr una completa incorporación del inóculo en el medio.  
7. Dejar que las muestras se solidifiquen siempre cerca del mechero de Bunsen encendido
8. Incubar las cajas Petri en posición invertida a 37°C por 24 hrs

Fig 46. Medio de cultivo en matraz de Erlenmeyer en baño de agua a 45°C

Fig 47. Materiales que se usarán para la realización de la dilución primaria

Fig 48. Realizando diluciones decimales empleando la pipeta y tubos 

Fig 49. Todos los materiales en cercanía de la flama del mechero de Bunsen 

Fig 50. Todos los materiales en cercanía de la flama del mechero de Bunsen 

Fig 51. Depositando 1 ml de cada disolución en cajas de Petri estériles por duplicado

Fig 52. Depositando 1 ml de cada disolución en cajas de Petri estériles por duplicado

 

Fig 53. Cajas de Petri rotuladas con la disolución

Fig 54. Añadiendo en cada una de las cajas de Petri agar triptona

Fig 55. Mezclando mediante seis movimientos de derecha a izquierda, seis sentido de las manecillas del reloj, seis en sentido contrario y seis de atrás a adelante, sobre la mesa de laboratorio logrando una completa incorporación del inóculo en el medio

Fig 56. Esperando a la solidificación de las cajas de Petri alrededor de la flama del mechero de Bunsen 

Fig 57. Abriendo el horno de calor seco 

Fig 58. Introduciendo cuidadosamente las cajas de Petri dentro del horno de calor seco

Fig 59. Horno de calor seco donde se acomodaron las cajas de Petri una vez solidificadas 

Técnica de cuenta en placa

Es importante que se considere aquellas en las que se puedan contar de 25 a 250 colonias en un mínimo de una de tres diluciones en el método de cuenta de bacterias aerobias en placa.

En general, las diluciones de la muestra deben ser preparadas inmediatamente antes del análisis y éstas deben ser usadas para inocular el medio de cultivo dentro de los 20 minutos posteriores a su preparación

Después de inocular las diluciones de las muestras preparadas según la NOM-110-SSA1-1994, Preparación y Dilución de Muestras de Alimentos para su Análisis Microbiológico, en las cajas Petri, agregar de 12 a 15 ml del medio preparado, mezclarlo mediante 6 movimientos de derecha a izquierda, 6 en el sentido de las manecillas del reloj, 6 en sentido contrario y 6 de atrás a adelante, sobre una superficie lisa y horizontal hasta lograr una completa incorporación del inóculo en el medio; cuidar que el medio no moje la cubierta de las cajas. Dejar solidificar.

Incubar las cajas en posición invertida (la tapa hacia abajo) por el tiempo y la temperatura que se requieran, según el tipo de alimento y microorganismo de que se trate. Fueron 24 horas de incubación

Se contó todas las colonias desarrolladas en las placas seleccionadas excepto mohos y levaduras incluyendo las colonias puntiformes y se usó el microscopio para resolver los casos en los que no se pueden distinguir las colonias de las pequeñas partículas de alimento.

Expresión de los resultados y observaciones

Pasado el tiempo de incubación de los mesofílicos aerobios el cual fue de 24 hrs a 36º C aproximadamente, condiciones apropiadas para el grupo bacteriano respectivo al tipo de alimento elegido, retiramos las cajas Petri de la estufa y seleccionamos las placas que se encuentran en el intervalo sugerido el cual es de 25 a 250 colonias, siendo éstas correspondientes a la dilución 10-1. El recuento se realizó usando el contador de colonias y el registrador, siendo el valor estimado 2 colonias en la serie A y 4 en la serie B.

Fig 60. Momento que se retiran las cajas Petri pasadas las 24 hrs de incubación a 36º C.

Fig 61. Placas distribuidas de acuerdo a su dilución. Empezando de izquierda a derecha con 10^-1,10^-2, 10^-3 y 10^-4.

Fig 62. Placas correspondientes a la dilución elegida 10^-1.

 

Fig 63. Placas correspondientes a la dilución elegida 10^-1.

Fig 64. Recuento de colonias en la serie A de la dilución elegida 10-1

Fig 65. Recuento de colonias en la serie B de la dilución elegida 10-1.

Las colonias observables presentan una elevación plana con forma filamentosa y un borde filamentoso. El tamaño es pequeño, ya que oscila entre 1 a 1.5 mm de circunferencia. Tiene un aspecto seco y transparente, ya que deja pasar la luz permitiendo ver de manera clara los objetos observados a través de la colonia. Asimismo, muestra una reflexión de la luz mate y un color blanco sin aroma aparente.

Una vez que verificamos que la dilución se encontraba en el intervalo apropiado, calculamos la cuenta promedio por ml, debido a que nuestra muestra fue tomada de un producto gaseoso no alcoholizado el cual está representado en volumen, y de esta manera logramos promediar el número de colonias y se multiplicó por el factor de dilución para obtener el valor estimado de cuenta en placa. Por lo que reportamos 30 UFC/ml de bacterias aerobias en placa de agar triptona extracto de levadura o agar para cuenta estándar, incubadas 24 horas a 36 ºC.

Fig 66. Recuento de colonias en la serie B de la dilución elegida 10-1.

Discusión de los resultados 

Después de determinar la cantidad de UFC/ml de mesofílicos aerobios en la muestra del producto refresco denominado sabor “cola” de la marca Coca Cola, consultamos la NOM-218-SSA1-2011 “Productos y servicios. Bebidas saborizadas no alcohólicas, sus congelados, productos concentrados para prepararlas y bebidas adicionadas con cafeína. Especificaciones y disposiciones sanitarias”, en la cual podemos encontrar los parámetros específicos para comprobar la higiénica y segura elaboración de las bebidas saborizadas no alcohólicas.

En el apartado de disposiciones sanitarias, en la tabla de especificaciones microbiológicas, se menciona que el límite máximo de mesófilos aerobios corresponde a 50 UFC/g o ml, valor que si se excede llegará a representar un riesgo sanitario para el consumidor. Una vez obtenida la cifra adecuada de mesófilos comparamos los resultados obtenidos con los limites establecidos en la norma y reportamos un manejo higiénico en la elaboración del producto. Sin embargo, aunque la cantidad de UFC/ml obtenida por medio de distintos procesos microbiológicos no representa un riesgo sanitario para los consumidores, es importante aclarar que continúa siendo un valor elevado y denota conductas permisivas en cuanto a la higiene durante la elaboración de dicho producto.

Otro punto importante que se debe tomar en cuenta es que en el momento en que adquirimos el producto en un establecimiento público, nos hicieron entrega del mismo en un envase de cartón sin tapa de plástico, debido a que se retiraron del mercado por la contaminación al medio ambiente, por lo que consideramos puede tener gran relación con la cantidad de mesófilos encontrados. Por otra parte, debido a que el producto no contenía tapa, se transportó por diversos lugares hasta llegar al laboratorio donde se iba a trabajar con el, teniendo la posibilidad de adquirir contaminación en el transcurso.

La seguridad del consumidor debe ser de vital importancia en la industria productora de alimentos, esto debido a que en la comprensión del consumidor radica el éxito de la empresa. En relación a las prácticas de higiene siempre se debe de tener cuidado en seguir los pasos adecuadamente para mantener un producto de calidad; de igual manera, el mejoramiento de las prácticas higiénicas se puede considerar como una oportunidad de progreso en la calidad de cualquier alimento procesado y ultra procesado, por lo que exhortaros a la empresa tener cuidado en el momento de producción y transporte del producto, asimismo, perfeccionar sus métodos sanitarios y tomar este estudio como una ocasión de mejora.

Tabla 2

Conclusión

En esta práctica podemos reflexionar que los objetivos planteados fueron cumplidos de manera exitosa, mediante el desarrollo de esta práctica definimos, estudiamos y aplicamos los procedimientos de esterilización del material con el uso del papel kraft y su correcta envoltura en los materiales de vidrio de laboratorio, así como también la esterilización por calor húmedo en el autoclave y la esterilización de calor seco en el horno de calor seco, todo esto para la realización del medio de cultivo.

Para que la muestra no se contamine desde que es recogida hasta su procesamiento es fundamental que no se contamine, para esto es importante que la muestra sea recogida, transportada y manipulada de forma adecuada. 

Se encontraron pocos microorganismos, específicamente dos en la caja de Petri A y cuatro en la caja de Petri B en comparación a otros productos que se analizaron en otros equipos. Quizás fue el transporte lo que influyó en que se contaminara la coca cola debido a que no contenía tapa.

Un medio de transporte habitual es el conocido como medio de Stuart: agar semisólido amortiguado que contiene tioglicolato de sodio como agente reductor. Este medio mantiene un pH favorable e impide tanto la deshidratación de las secreciones durante su transporte como al oxidación o autodestrucción enzimática de los patógenos presentes

Es muy importante cuidar la inocuidad de los alimentos, ya que es la característica que tiene un alimento de no causar daño a la salud de las personas que los consumen, por efectos de algún contaminante químico, físico o biológico. Es importante que los productores nacionales implementen buenas prácticas en los procesos productivos, a fin de disminuir los riesgos de contaminación en los vegetales y animales de consumo humano, pues al hacerlo, inciden en la salud pública y los productores pueden ser más competitivos al vender sus productos en mejores condiciones.  La inocuidad de un producto puede perjudicarse por agentes químicos, los cuales pueden ser hormonas, antibióticos o plaguicidas; microbiológicos, es decir, virus o bacterias; en tanto que los contaminantes físicos son, por ejemplo, pedazos de metal, astillas, entre otros. El SENASICA promueve, regula y certifica la aplicación de los sistemas de reducción de riesgos de contaminación de los alimentos.

 

Referencias 

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Esterilización de instrumentos materiales de laboratorio por calor húmedo autoclave y calor seco horno. (s. f.). tecnal.com.br. Recuperado 26 de abril de 2022, de https://tecnal.com.br/es/ blog/ 190_esterilizacion_de_instrumentosmateriales_de_laboratorio_por_calor_humedo_autoclave_y _calor_seco_horno

J.U.A.N.A.L.B.E.R.T.O.M.O.O.P.U.C.-D.E.N.I.C.E.O.Y.U.Q.U.I.M.O.O.P.U.C. & ITESCAM. (2015). PRÁCTICA 1 Esterilización de materiales y medios de cultivo. itescam.edu.mx. Recuperado 26 de abril de 2022, de https://www.itescam.edu.mx/principal/docentes/formatos/538b03306016e5ada7431c61e9509761.docx

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